采用Bradford法，即考馬斯亮藍法測定蛋白質的含量。原理是考馬斯亮藍在電離狀態下呈現棕紅色，最大吸光量為488nm。當與蛋白質結合時，它變成藍色，並且蛋白質與色素結合時在波長595nm處吸收光最大。其吸光值與蛋白質含量成正比，可用於蛋白質的定量測定。
蛋白與考馬斯亮藍在2min左右達到平衡，反應非常迅速。粘結劑在室溫下保持穩定1h。該方法制備的試劑簡單，操作方便，反應靈敏度高。靈敏度比Lowry法高4倍，可測定微克水平的蛋白質含量。主要的不利因素是特殊蛋白的結構和緩沖液中的幹擾劑。
擴展資料：
考馬斯亮藍法測定蛋白質含量流程：
1、Bradford濃染液的配制：將100mg考馬斯亮藍G-250溶於50ml 95%乙醇，加入100ml85%的磷酸，然後，用蒸餾水補充至200ml，此染液放4℃至少6個月保持穩定。
2、標準曲線蛋白質樣本的準備：盡量使用與待測樣本性質相近的蛋白質作為標準品，例如測定抗體，可用純化的抗體作為標準。如果待測樣本是未知的，也可用抗體作為標準蛋白。通常在20ug—150ug/100ul之間繪制標準曲線。
3、將待測樣本溶於緩沖溶液中，該緩沖溶液應與制作標準曲線的緩沖溶液相同(最好用PBS)。
4、按1：4用蒸餾水稀釋濃染料結合溶液，如出現沈澱，過濾除去。
5、每個樣本加5ml稀釋的染料結合溶液，作用5～30min。染液與蛋白質結合後，將由紅色變為藍色，在595nm波長下測定其吸光度。註意，顯色反應不得超過30min．
6、根據標準曲線計算待測樣本的濃度。
註意：該方法用於大多數蛋白質的定量是比較精確的，但不適用於小分子堿性多肽的定量。如核糖核酸酶或溶菌酶。去汙劑的濃度超過0．2%影響測定結果。如TritonX-100、SDS、NP-40等。
百度百科-考馬斯亮藍法